本文主要对细胞培养过程中，常见的一些疑难问题进行解答。不足之处，欢迎各位小伙伴联系我们探讨交流！

　　1.冷冻管应如何解冻？

　　取出冷冻管后，须立即放入37℃水槽中快速解冻，轻摇冷冻管使其在1分钟内全部融化，并注意水面不可超过冷冻管盖沿，否则易发生污染情形。另冷冻管由液氮桶中取出解冻时，必须注意安全，预防冷冻管之爆裂。

　　2.细胞冷冻管解冻培养时，是否应马上去除DMSO？

　　除少数特别注明对DMSO敏感之细胞外，绝大部分细胞株（包括悬浮性细胞），在解冻之后，应直接放入含有10-15ml新鲜培养基之培养角瓶中，待隔天再置换新鲜培养基以去除DMSO即可，如此可避免大部分解冻后细胞无法生长或贴附之问题。

　　3.可否使用与原先培养条件不同之培养基？

　　不能。每一细胞株均有其特定使用且已适应之细胞培养基，若骤然使用和原先提供之培养条件不同之培养基，细胞大都无法立即适应，造成细胞无法存活。

　　4.可否使用与原先培养条件不同之血清种类？

　　不能。血清是细胞培养上一个极为重要的营养来源，所以血清的种类和品质对于细胞的生长会产生极大的影响。来自不同物种的血清，在一些物质或分子的量或内容物上都有所不同，血清使用错误常会造成细胞无法存活。

　　5.何谓FBS, FCS, CS, HS ?   FBS (fetal bovine serum)和FCS (fetal calf serum)是相同的意思，两者都是指胎牛血清，FCS乃错误的使用字眼，请不要再使用。CS (calf serum)则是指小牛血清。HS (horseserum)则是指马血清。

　　6.培养细胞时应使用5%或10% CO2？或根本没有影响？

　　一般培养基中大都使用HCO3-/CO32-/H+作为pH的缓冲系统，而培养基中NaHCO3的含量将决定细胞培养时应使用的CO2浓度。当培养基中NaHCO3含量为每公升3.7 g时，细胞培养时应使用10% CO2；当培养基中NaHCO3为每公升1.5g时，则应使用5% CO2培养细胞。

　　7.何时须更换培养基？

　　视细胞生长密度而定，或遵照细胞株基本数据上之更换时间，按时更换培养基即可。

　　8.培养基中是否须添加抗生素？  除于特殊筛选系统中外，一般正常培养状态下，培养基中不应添加任何抗生素。

　　9.附着性细胞继代时所使用之trypsin-EDTA浓度？应如何处理？

　　一般使用之trypsin-EDTA浓度为0.05% trypsin-0.53mMEDTA.4 Na。第一次开瓶后应立即少量分装于无菌试管中，保存于–20℃，避免反复冷冻解冻造成trypsin之活性降低，并可减少污染之机会。

　　10.悬浮性细胞应如何继代处理？

　　一般仅需持续加入新鲜培养基于原培养角瓶中，稀释细胞浓度即可，若培养液太多时，可将培养角瓶口端稍微抬高，直到无法容纳为止。分瓶时取出一部份含细胞之培养液至另一新的培养角瓶，加入新鲜培养基稀释至适当浓度，重复前述步骤即可。

　　11.欲将一般动物细胞离心下来，其离心速率应为多少转速？

　　欲回收动物细胞，其离心速率一般为300xg (约1,000rpm)，5 - 10分钟，过高之转速，将造成细胞死亡。

　　12.细胞之接种密度为何？

　　依照细胞株基本数据上之接种密度或稀释分盘之比例接种即可。细胞数太少或稀释的太多亦是造成细胞无法生长之一重要原因。

　　13.细胞冷冻培养基之成份为何？

　　动物细胞冷冻保存时最常使用的冷冻培养基是含5 - 10%DMSO (dimethyl sulfoxide)和90-95%原来细胞生长用之新鲜培养基均匀混合之。注意：由于DMSO稀释时会放出大量热能，故不可将DMSO直接加入细胞液中，必须使用前先行配制完成。

　　14. DMSO之等级和无菌过滤之方式为何？

　　冷冻保存使用之DMSO等级，必须为Tissue culture grade之DMSO (如Sigma D2650)，其本身即为无菌状况，第一次开瓶后应立即少量分装于无菌试管中，保存于4°C，避免反复冷冻解冻造成DMSO之裂解而释出有害物质，并可减少污染之机会。若要过滤DMSO，则须使用耐DMSO之Nylon材质滤膜。

　　15.冷冻保存细胞之方法？

　　冷冻保存方法一:冷冻管置于4℃30~60分钟→(-20℃30分钟*)→-80℃16~18小时(或隔夜)→液氮槽vaporphase长期储存。

　　冷冻保存方法二:冷冻管置于已设定程序之可程序降温机中每分钟降1-3℃至–80℃以下，再放入液氮槽vapor phase长期储存。*-20℃不可超过1小时，以防止冰晶过大，造成细胞大量死亡，亦可跳过此步骤直接放入-80℃冰箱中，惟存活率稍微降低一些。

　　16.细胞欲冷冻保存时，细胞冷冻管内应有多少细胞浓度？

　　冷冻管内细胞数目一般为1x106 cells/ml vial，融合瘤细胞则以5x106 cells/ml vial为宜。

　　17.应如何避免细胞污染？

　　细胞污染的种类可分成细菌、酵母菌、霉菌、病毒和霉浆菌。主要的污染原因为无菌操作技术不当、操作室环境不佳、污染之血清和污染之细胞等。严格之无菌操作技术、清洁的环境、与品质良好之细胞来源和培养基配制是减低污染之最好方法。

　　18.如果细胞发生微生物污染时，应如何处理？

　　加入相应抗生素。直接灭菌后丢弃之。

　　19.支原体(mycoplasma)污染的细胞，是否能以肉眼观察出异状？

　　不能。除极有经验之专家外，大多数遭受支原体污染的细胞株，无法以其外观分辨之。

　　20.支原体污染会对细胞培养有何影响？

　　支原体污染几乎可影响所有细胞之生长参数，代谢及研究之任一数据。故进行实验前，必须确认细胞为mycoplasma-free，实验结果之数据方有意义。

　　21. CO2培养箱之水盘如何保持清洁？

　　定期(至少每两周一次)以无菌蒸馏水或无菌去离子水更换之。