细胞培养过程中，有时会出现细胞结团，此时的细胞大多是轮廓模糊、透光性差，甚至会出现合胞体，伴有细胞碎片，这证明细胞已经衰老或产生病变，状态不佳。
是什么导致了细胞结团？
1. 过度消化，某些用于组织分解的酶，如胰蛋白酶，如果过量使用会导致细胞结块；
2. 环境压力，物理压力和反复的温度变化会导致细胞死亡，从而导致细胞的“粘性”的DNA分子将相邻的细胞连接在一起；
3. 组织分解，在制备单细胞悬浮液时，使用酶、机械或化学分解策略可使细胞破裂，从而导致碎片的聚团；
4. 过度生长，当细胞在其培养基中密度过大的时候，细胞将开始溶解并释放碎片，碎片中的粘性因子会将细胞聚集到一起；
5. 污染，某些细菌和真菌病原体导致细胞溶解，结块通常是细胞培养物被污染的迹象。
怎样减少细胞结团？
1. 低密度传代。
将已聚集的细胞进行消化传代，连续传三次，细胞抱团就会越来越小，这样几代过后，再按照常规消化方法和时间能将细胞逐渐传成单个细胞；
2. 选择适当的离心转速和时间离心聚团细胞。
通常情况下，较快的速度可以离心散细胞，但在高速下也必须考虑细胞的脆弱性，所以适当的延长离心的时间也不失为一种较好的将悬浮聚团细胞离心散开的方法，但转速及时间要通过实验来把握。
3. 添加DNA酶I的内切酶。
可以混合到培养基中，从破裂的细胞中分离DNA，分解这些多余的碎片有助于保持靶细胞生长的空间。但是，dna酶I使用过多会导致细胞突变，最终会影响实验效果，所以不到万一，不建议使用。
4. 添加低分子量葡聚糖硫酸钠盐。
可以混合到培养基中，通过改变细胞表面电荷，促使单个细胞悬浮，防止结团，安全有效。例如CHO细胞，推荐浓度10~50mg/L以达到防止结团的效果。
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